Czyszczenie szkła laboratoryjnego
Czytaj więcej o
Wprowadzenie
Dobra technika laboratoryjna wymaga czystego szkła, ponieważ najstaranniej wykonana praca może dać błędne wyniki, jeśli użyte zostanie brudne szkło.We wszystkich przypadkach szkło musi być fizycznie i chemicznie czyste, a w wielu przypadkach musi być bakteriologicznie czyste lub sterylne. Wszystkie wyroby szklane muszą być całkowicie wolne od tłuszczu. Najbezpieczniejszym kryterium czystości jest równomierne zwilżenie powierzchni wodą destylowaną. Jest to szczególnie ważne w przypadku naczyń szklanych używanych do pomiaru objętości cieczy. Tłuszcz i inne materiały zanieczyszczające uniemożliwią równomierne zwilżenie szkła. To z kolei zmieni objętość pozostałości przylegających do ścianek szklanego pojemnika, a tym samym wpłynie na objętość dostarczanej cieczy. Co więcej, w pipetach i biuretach menisk będzie zniekształcony i nie będzie można dokonać prawidłowej regulacji. Obecność niewielkich ilości zanieczyszczeń może również zmienić menisk.
Czyszczenie szklanych naczyń laboratoryjnych
Umyj naczynia laboratoryjne tak szybko, jak to możliwe po użyciu. Jeśli naczynia laboratoryjne nie zostaną natychmiast wyczyszczone, usunięcie wszelkich pozostałości może okazać się niemożliwe.
Jeśli dokładne wyczyszczenie nie jest możliwe natychmiast, namocz naczynia szklane w wodzie.
Większość nowych wyrobów szklanych ma odczyn lekko zasadowy. W przypadku precyzyjnych testów chemicznych, nowe wyroby szklane powinny być moczone przez kilka godzin w kwaśnej wodzie (1% roztwór kwasu solnego lub azotowego) przed przystąpieniem do regularnej procedury mycia.
Zalecane są szczotki z drewnianymi lub plastikowymi uchwytami, ponieważ nie porysują ani w inny sposób nie zetrą powierzchni szkła.
Środki do czyszczenia szkła
Podczas mycia można użyć mydła, detergentu lub proszku do czyszczenia (ze środkiem ściernym lub bez). Środki czyszczące do wyrobów szklanych obejmują Alconox®, Dural®, M&H®, Lux®, Tide® i Fab®. Woda powinna być gorąca. W przypadku wyjątkowo zabrudzonych naczyń szklanych, proszek do czyszczenia o łagodnym działaniu ściernym zapewni bardziej zadowalające rezultaty. Środek ścierny nie powinien porysować szkła. Podczas mycia wszystkie części szklanych naczyń powinny być dokładnie wyszorowane szczotką. Oznacza to, że należy mieć pod ręką pełny zestaw szczotek, w tym szczotki pasujące do dużych i małych probówek, biuret, lejków, miarek oraz kolb i butelek o różnych rozmiarach. Szczotki obrotowe napędzane silnikiem są cenne, gdy przetwarzana jest duża liczba probówek lub butelek. Nie używaj szczotek czyszczących, które są tak zużyte, że ich grzbiet uderza w szkło. Może to spowodować poważne zarysowania. Porysowane szkło jest bardziej podatne na pęknięcia podczas eksperymentów. Każdy ślad na jednolitej powierzchni szklanego naczynia jest potencjalnym punktem pęknięcia, zwłaszcza gdy element jest podgrzewany. Nie należy dopuszczać do kontaktu kwasu z naczyniem szklanym przed dokładnym usunięciem detergentu (lub mydła). W takim przypadku może powstać warstwa tłuszczu.
Bezpieczne stosowanie kwasu chromowego*
Jeśli szkło ulegnie nadmiernemu zmętnieniu lub zabrudzeniu lub zawiera skoagulowaną materię organiczną, należy je oczyścić roztworem czyszczącym kwasu chromowego. Z dichromianem należy obchodzić się z najwyższą ostrożnością, ponieważ jest on silnie żrący i rakotwórczy.
Kiedy używany jest roztwór kwasu chromowego, przedmiot może być przepłukany roztworem czyszczącym lub może być napełniony i pozostawiony do odstania. Czas pozostawienia zależy od ilości zanieczyszczeń na szkle. Stosunkowo czyste szkło może wymagać tylko kilku minut ekspozycji; jeśli obecne są zanieczyszczenia, takie jak skrzepy krwi, może być konieczne pozostawienie szkła na całą noc. Ze względu na intensywne działanie korozyjne roztworu kwasu chromowego, dobrą praktyką jest umieszczenie butelki z roztworem, a także poddawanych obróbce wyrobów szklanych, w płaskich szklanych naczyniach, naczyniach wykonanych z ołowiu lub pokrytych ołowiem lub plastikowych naczyniach polimerowych, które są kompatybilne ze stężeniem używanego kwasu chromowego. Należy zachować szczególną ostrożność, aby upewnić się, że roztwór kwasu chromowego jest prawidłowo usuwany.
Szczególne rodzaje osadów mogą wymagać usunięcia za pomocą kwasu azotowego, wody królewskiej lub dymiącego kwasu siarkowego. Są to bardzo żrące substancje i powinny być używane tylko wtedy, gdy jest to konieczne.
Usuwanie tłuszczu
Tłuszcz najlepiej usuwać poprzez gotowanie w słabym roztworze węglanu sodu. Można użyć acetonu lub innego rozpuszczalnika tłuszczu. Nie należy używać silnych zasad. Smar silikonowy najłatwiej usunąć poprzez moczenie korka lub cylindra przez 2 godziny w ciepłym dekahydronaftalenie.
Odcedź i spłucz acetonem lub użyj dymiącego kwasu siarkowego przez 30 minut. Pamiętaj, aby wypłukać wszystkie środki czyszczące.
Płukanie
Niezbędne jest usunięcie całego mydła, detergentów i innych płynów czyszczących z naczyń szklanych przed ich użyciem. Jest to szczególnie ważne w przypadku detergentów, których niewielkie ślady mogą zakłócać reakcje serologiczne i kulturowe.
Po wyczyszczeniu przepłucz szklane naczynia bieżącą wodą z kranu. Gdy probówki, menzurki, kolby i podobne pojemniki są płukane wodą z kranu, pozwól wodzie spływać do nich i nad nimi przez krótki czas, a następnie częściowo napełnij każdy element wodą, dokładnie wstrząśnij i opróżnij co najmniej sześć razy. Pipety i biurety najlepiej płukać, podłączając kawałek gumowej rurki do kranu, a następnie podłączając końcówkę dostarczającą pipety lub biurety do węża, pozwalając wodzie przepływać przez nie. Jeśli woda z kranu jest bardzo twarda, przed użyciem najlepiej przepuścić ją przez dejonizator.
Wypłucz szklane naczynia w dużej wannie z wodą destylowaną. Przepłukać wodą destylowaną. Aby oszczędzać wodę destylowaną, użyj butelki o pojemności pięciu galonów jako zbiornika. Przechowuj ją na półce w pobliżu miejsca czyszczenia. Podłącz do niej syfon i używaj go do uzupełniania zbiornika zużytą wodą destylowaną. W przypadku wrażliwych testów mikrobiologicznych, po skrupulatnym czyszczeniu należy wykonać 12-krotne płukanie w wodzie destylowanej.
Sterylizacja zanieczyszczonego szkła
Szkło zanieczyszczone skrzepami krwi, takie jak probówki serologiczne, podłoża hodowlane, szalki Petriego itp, należy wysterylizować przed czyszczeniem. Można to najlepiej zrobić w laboratorium, umieszczając je w dużym wiadrze lub bojlerze wypełnionym wodą, do której dodano 1-2% miękkiego mydła lub detergentu i gotując przez 30 minut. Wyroby szklane można następnie wypłukać w wodzie z kranu, wyszorować detergentem i ponownie wypłukać.
Wyroby szklane można sterylizować w autoklawie lub w dużych piecach parowych lub podobnych urządzeniach. Jeśli obecne są wirusy lub bakterie zarodnikowe, autoklawowanie jest absolutnie konieczne.
Handling and Storing
Aby zapobiec pęknięciom podczas płukania lub mycia pipet, cylindrów lub biuret, należy uważać, aby końcówki nie uderzyły w zlew lub kran z wodą.
Susz probówki, probówki hodowlane, kolby i inne naczynia laboratoryjne, wieszając je na drewnianych kołkach, umieszczając je w koszach ustami do dołu i pozwalając im wyschnąć na powietrzu lub umieszczając je w koszach do suszenia w piekarniku. Temperatura suszenia nie powinna przekraczać 140°C. Kosz do suszenia należy wyłożyć czystą ściereczką, aby utrzymać ujścia naczyń w czystości.
Suszyć biurety, pipety i cylindry, stawiając je na złożonym ręczniku. Chroń czyste naczynia szklane przed kurzem. W tym celu najlepiej jest zatkać je bawełnianą zatyczką, zakorkować, zakleić otwór ciężkim kawałkiem papieru lub umieścić w wolnej od kurzu szafce.
Przechowuj szklane naczynia na specjalnie zaprojektowanych stojakach.
Nie przechowuj cieczy alkalicznych w kolbach miarowych lub biuretach.
Właściwa pielęgnacja i obsługa naczyń laboratoryjnych Pyrex® i PyrexPlus® znacznie wydłuży ich żywotność i zwiększy bezpieczeństwo w miejscu pracy.
Czyszczenie określonych typów szklanych naczyń laboratoryjnych
PyrexPlus® Labware
Autoklawowanie:
Naczynia laboratoryjne PyrexPlus® można z powodzeniem sterylizować przy użyciu płynów lub sterylizacji w cyklu suchym, w którym nie stosuje się próżni lub stosuje się niską próżnię (<5 cali Hg).
Zalecane cykle dla autoklawów automatycznych są następujące:
UWAGA: Zawsze sterylizować w autoklawie naczynia z luźnymi zakrętkami lub zamknięciami.
Czas sterylizacji parowej nie powinien przekraczać 15 minut w temperaturze 121 °C (250 °F). Czas suszenia nie powinien przekraczać 15 minut w temperaturze 110°C (230°F). Należy sprawdzić rzeczywistą temperaturę wnęki autoklawu, aby upewnić się, że temperatura autoklawu nie przekracza zalecanej temperatury sterylizacji i suszenia.
Autoclaving-Cloudiness
Jeśli powłoka wydaje się zmętniała z powodu rozpuszczonej wilgoci, wystarczy pozostawić ją do wyschnięcia na noc w temperaturze pokojowej lub krótko podgrzać do 110 °C (230 °F).
Czyszczenie
Zgodnie z powszechną praktyką, przed użyciem należy wyczyścić wszystkie szklane naczynia. Do ręcznego lub automatycznego czyszczenia w zmywarce można użyć dowolnego nieściernego detergentu do szkła. W przypadku korzystania ze zmywarki lub suszarki do naczyń szklanych należy upewnić się, że temperatura suszenia nie przekracza 110 °C (230 °F). Należy zminimalizować ekspozycję na suche ciepło.
Unikaj szczotek i padów czyszczących, które mogłyby zetrzeć szkło lub uszkodzić powłokę. W przypadku stosowania roztworu czyszczącego kwasu chromowego należy zminimalizować kontakt roztworu z powłoką.
Labeling and Marking
Używaj markerów na bazie wody do tymczasowego znakowania lub etykietowania powłoki PyrexPlus® naczyń laboratoryjnych. Markery na bazie rozpuszczalników, barwniki i plamy nie mogą być usunięte z powłoki.
UWAGA: Lekki "plastikowy" zapach może być wykryty podczas obsługi PyrexPlus® naczyń laboratoryjnych. Jest to spowodowane dodatkami w plastikowej powłoce, które są odpowiedzialne za jej doskonałą wydajność. Zapach jest normalny i nie wpływa na obojętność wewnętrznej powierzchni szkła borokrzemowego.
The Use and Care of PyrexPlus® Laboratory Glassware w celu uzyskania dodatkowych informacji.
Burety
Usuń korek lub gumową końcówkę i umyj biuretę wodą z detergentem. Płukać wodą z kranu do momentu usunięcia wszystkich zabrudzeń. Następnie przepłukać wodą destylowaną i wysuszyć. Umyj kranik lub gumową końcówkę oddzielnie. Przed umieszczeniem szklanego korka w biurecie należy nasmarować złącze smarem do korków. Należy użyć tylko niewielkiej ilości smaru. Biurety należy zawsze przykrywać, gdy nie są używane.
Rurki do hodowli
Rurki do hodowli, które były wcześniej używane, należy wysterylizować przed czyszczeniem. Najlepszą metodą sterylizacji probówek jest autoklawowanie przez 30 minut w temperaturze 121 °C (ciśnienie 15 psi). Podłoże, które krzepnie podczas chłodzenia, należy wylać, gdy probówki są gorące. Po opróżnieniu probówek należy je umyć wodą z detergentem, dokładnie wypłukać wodą z kranu, przepłukać wodą destylowaną, umieścić w koszu i wysuszyć.
Jeśli probówki mają być wypełnione pożywką sterylizowaną w autoklawie, nie należy ich zatykać przed dodaniem pożywki. W ten sposób zarówno pożywka, jak i probówki są sterylizowane podczas jednego autoklawowania.
Jeśli probówki mają być wypełnione sterylną pożywką, należy je zatkać i wysterylizować w autoklawie lub sterylizatorze na suche powietrze przed dodaniem pożywki.
Naczynia i butelki hodowlane
Sterylizuj i czyść jak opisano w Probówki hodowlane. Zawinąć w gruby papier lub umieścić w pojemniku na szalki Petriego. Sterylizować w autoklawie lub sterylizatorze na suche powietrze.
Pipety
Umieść pipety, końcówkami w dół, w cylindrze lub wysokim słoiku z wodą natychmiast po użyciu. Nie upuszczaj ich do słoika. Może to spowodować złamanie lub wyszczerbienie końcówek i uczynić pipety bezużytecznymi do wykonywania dokładnych pomiarów. Podkładka z bawełny lub waty szklanej na dnie słoika pomoże zapobiec złamaniu końcówek. Upewnij się, że poziom wody jest wystarczająco wysoki, aby zanurzyć większą część lub całość każdej pipety. Pipety można następnie opróżnić i umieścić w cylindrze lub słoiku z rozpuszczonym detergentem lub, jeśli są wyjątkowo brudne, w słoiku z roztworem czyszczącym kwasu chromowego. Po kilkugodzinnym lub całonocnym moczeniu pipety należy opróżnić i przepłukać wodą z kranu, aż do usunięcia wszelkich śladów zanieczyszczeń. Moczyć pipety w wodzie destylowanej przez co najmniej godzinę. Wyjąć z wody destylowanej, opłukać, osuszyć z zewnątrz szmatką, strząsnąć wodę i wysuszyć.
Pipety rozcieńczające do oznaczania liczby krwinek
Po użyciu dokładnie wypłukać chłodną wodą z kranu, wodą destylowaną, alkoholem lub acetonem, a następnie eterem. Wysuszyć przez odessanie. Nie należy dmuchać w pipety, ponieważ spowoduje to kondensację wilgoci wewnątrz pipety.
W celu usunięcia cząstek skoagulowanej krwi lub brudu należy użyć roztworu czyszczącego. Jeden rodzaj roztworu będzie wystarczający w jednym przypadku, podczas gdy silniejszy roztwór może być wymagany w innym. Najlepiej jest napełnić pipetę roztworem czyszczącym i pozostawić na noc. Można użyć podchlorynu sodu (wybielacza do prania) lub detergentu. Przydatny jest również nadtlenek wodoru. W trudnych przypadkach można użyć stężonego kwasu azotowego. Niektóre cząstki mogą wymagać poluzowania za pomocą włosia końskiego lub kawałka cienkiego drutu. Należy uważać, aby nie zarysować wnętrza pipety.
Automatyczne myjki do pipet
W przypadku, gdy codziennie używana jest duża liczba pipet, wygodnie jest użyć automatycznej myjki do pipet. Niektóre z nich, wykonane z metalu, można podłączyć bezpośrednio za pomocą stałych elementów do źródeł ciepłej i zimnej wody. Inne, takie jak te wykonane z polietylenu, można podłączyć do źródła wody za pomocą gumowego węża. Polietylenowe kosze i słoje mogą być używane do moczenia i płukania pipet w roztworze czyszczącym kwasu chromowego. Dostępne są również podgrzewane elektrycznie metalowe suszarki do pipet.
Po wysuszeniu umieść pipety w szufladzie wolnej od kurzu. Pipety serologiczne i bakteriologiczne należy owinąć papierem lub umieścić w pojemnikach na pipety i wysterylizować w sterylizatorze na suche powietrze. Pipety używane do przenoszenia materiału zakaźnego powinny mieć bawełnianą zatyczkę umieszczoną w górnej części pipety przed sterylizacją. Zatyczka zapobiegnie przypadkowemu wciągnięciu mierzonego materiału do pipety.
Rurki serologiczne
Rurki serologiczne powinny być chemicznie czyste, ale nie muszą być sterylne. Jednakże próbki krwi, które mają być przechowywane przez pewien czas w temperaturze pokojowej, powinny być pobierane do sterylnego pojemnika. Aby wyczyścić i wysterylizować probówki zawierające krew, należy wyrzucić skrzepy do pojemnika na odpady i umieścić probówki w dużym koszu. Umieść kosz, wraz z innymi, w dużym wiadrze lub bojlerze. Zalać wodą, dodać odpowiednią ilość miękkiego mydła lub detergentu i gotować przez 30 minut. Wypłukać probówki, wyczyścić szczotką, wypłukać i wysuszyć z zachowaniem zwykłych środków ostrożności.
Podczas mycia szklanych wyrobów serologicznych konieczne jest całkowite usunięcie wszystkich kwasów, zasad i detergentów. Kwasy, zasady i detergenty w niewielkich ilościach zakłócają reakcje serologiczne. Probówki serologiczne i wyroby szklane powinny być przechowywane oddzielnie od wszystkich innych wyrobów szklanych i używane wyłącznie do procedur serologicznych.
Slajdy i szkiełka nakrywkowe
Jest szczególnie ważne, aby szkiełka mikroskopowe i nakrywkowe używane do przygotowywania filmów krwi lub rozmazów bakteriologicznych były idealnie czyste i wolne od zadrapań. Szkiełka należy umyć, umieścić w lodowatym kwasie octowym na 10 minut, przepłukać wodą destylowaną i wytrzeć do sucha czystymi ręcznikami papierowymi lub szmatką. Po umyciu szkiełek należy umieścić je w szerokim słoiku z alkoholem. W razie potrzeby wyjąć ze słoika i wytrzeć do sucha. Jeśli szkiełka są przechowywane w suchym miejscu, przed użyciem należy przemyć je alkoholem.
*Roztwór czyszczący kwasu chromowego - Użyj sproszkowanego dichromianu sodu lub dichromianu potasu klasy handlowej lub technicznej. Jeśli związek jest w postaci kryształów, zmielić na drobny proszek w moździerzu. Do 20 gramów proszku w litrowej zlewce dodać niewielką ilość wody, wystarczającą do uzyskania rzadkiej pasty. Powoli dodać około 300 ml komercyjnego stężonego kwasu siarkowego, dobrze mieszając. Przenieść do butelki ze szklanym korkiem.
Większe ilości mogą być wykonane w tych samych proporcjach. Użyj klarownego roztworu supernatantu. Roztwór kwasu chromowego może być używany wielokrotnie, dopóki nie zacznie zmieniać koloru na zielonkawy. Utylizować zgodnie z odpowiednimi przepisami. Przed wyrzuceniem rozcieńczyć dużą ilością wody lub ostrożnie zneutralizować rozcieńczony roztwór wodorotlenkiem sodu. Roztwór kwasu chromowego jest silnie kwaśny i powoduje poważne oparzenia skóry. Należy zachować ostrożność podczas obchodzenia się z nim.
Zaloguj się lub utwórz konto, aby kontynuować.
Nie masz konta użytkownika?